高密度接种对转化生长因子β1诱导上皮间充质转化的影响

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2013.28.015

中国组织工程研究 ›› 2013, Vol. 17 ›› Issue (28): 5191-5197.doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.2013.28.015

• 组织构建与生物活性因子 tissue construction and bioactive factors • 上一篇下一篇

高密度接种对转化生长因子β1诱导上皮间充质转化的影响

张殿宝¹，王哲^{1, 2}，施萍³，庞希宁¹

1中国医科大学细胞生物学卫生部重点实验室干细胞与再生医学研究室，辽宁省沈阳市 110001；
2中国医科大学附属盛京医院输血科，辽宁省沈阳市 110004；
3中国医科大学附属第一医院全科医学教研室，辽宁省沈阳市 110001

出版日期:2013-07-09 发布日期:2013-07-09
通讯作者: 庞希宁，博士，教授，中国医科大学干细胞与再生医学研究室，辽宁省沈阳市 110001 pxining@yahoo.com
作者简介:张殿宝，男，1986年生，辽宁省庄河市人，满族，2009年辽宁大学毕业，主要从事皮肤创伤修复方面的研究。 zhangdianbao@gmail.com
基金资助:
国家重大科学研究计划项目(973)资助项目(2012CB518100)；
辽宁省科技厅科学技术计划项目(2012205080)；
沈阳市科学技术项目计划(F10-222-4-00、F11-262-9-01)。

High-density seeding affects transforming growth factor-beta1-induced epithelial-mesenchymal transition of HaCaT cells

Zhang Dian-bao¹, Wang Zhe^{1, 2}, Shi Ping³, Pang Xi-ning¹

1Key Laboratory of Cell Biology of Ministry of Health, Stem Cells and Regenerative Medicine Research Institute, China Medical University, Shenyang 110005, Liaoning Province, China;
2Department of Blood Transfusion, Shengjing Hospital, China Medical University, Shenyang 110004, Liaoning Province, China;
3Department of General Medicine, the First Affiliated Hospital of China Medical University, Shenyang 110005, Liaoning Province, China

Online:2013-07-09 Published:2013-07-09
Contact: Pang Xi-ning, M.D., Professor, Key Laboratory of Cell Biology of Ministry of Health, Stem Cells and Regenerative Medicine Research Institute, China Medical University, Shenyang 110001, Liaoning Province, China pxining@yahoo.com
About author:Zhang Dian-bao, Key Laboratory of Cell Biology of Ministry of Health, Stem Cells and Regenerative Medicine Research Institute, China Medical University, Shenyang 110001, Liaoning Province, China zhangdianbao@gmail.com
Supported by:
Major State Scientific Research Planning Projects of China (973 Project), No. 2012CB518100*;
Science and Technology Project of Liaoning Provincial Science and Technology Department, No. 2012205080*;
Science and Technology Project of Shenyang, No. F10-222-4-00*, F11-262-9-01*

摘要/Abstract

摘要：

背景：细胞密度是影响细胞分化状态的因素之一，对于细胞密度在转化生长因子β1诱导HaCaT细胞上皮间充质转化中的作用尚缺乏深入研究。

目的：观察细胞密度对转化生长因子β1诱导HaCaT细胞上皮间充质转化的影响。

方法：将HaCaT细胞分别以低密度10³/cm²和高密度10⁵/cm²接种于六孔板，使用2 µg/L的转化生长因子β1作用48 h，观察细胞形态变化，应用Realtime PCR检测上皮型钙黏蛋白、紧密连接蛋白1和波形蛋白、神经型钙黏蛋白的转录水平，Western blot检测上皮型钙黏蛋白和波形蛋白表达水平。

结果与结论：低密度组的HaCaT细胞在转化生长因子β1处理48 h后细胞间隙变大，细胞形态由多角形变为长梭形，高密度组的细胞间隙变大，但形态变化不明显；Realtime PCR结果显示两组上皮细胞标志物上皮型钙黏蛋白和紧密连接蛋白1的转录均较对照组明显下调(P < 0.05)，但高密度组没有低密度组下调明显 (P < 0.05)，间充质细胞标志物神经型钙黏蛋白和波形蛋白的转录均较对照组明显上调(P < 0.05)，而高密度组与低密度组间差异无显著性意义；Western blot进一步验证了上述上皮型钙黏蛋白和波形蛋白的变化。说明高接种密度抑制转化生长因子β1诱导HaCaT细胞上皮间充质转化。

关键词: 组织构建, 组织构建与生物活性因子, 转化生长因子β1, HaCaT细胞, 生物活性因子, 细胞密度, 上皮间充质转化, 973项目

Abstract:

BACKGROUND: The cell density is one of the factors involved in the state of cell differentiation, and the effect of cell density on transforming growth factor-β1-induced epithelial-mesenchymal transition of HaCaT cells is still unclear.
OBJECTIVE: To observe the effect of cell density on transforming growth factor-β1-induced epithelial-mesenchymal transition of HaCaT cells.
METHODS: HaCaT cells was seeded in 6-well plates at low density of 103/cm2 and high density of 105/cm2, and then treated by 2 μg/L transforming growth factor-β1 for 48 hours, thereafter observed the changes in cell morphology. The transcription levels of epithelial cadherin, tight junction protein-1, vimentin, neuronal-cadherin were detected by real-time PCR, and expression levels of epithelial cadherin and vimentin were detected by Western blot.
RESULTS AND CONCLUSION: Cell gap of HaCaT cells grew larger after treated with transforming growth factor-β1 for 48 hours, and cell morphology was long spindle rather than polygonal in low-density group, while in high-density group without obvious morphological changes. The real-time PCR showed that the transcriptions of epithelial cell marker epithelial cadherin and tight junction protein-1 were suppressed when compared with the control group (P < 0.05), and the decreasing deree in the high-density group was higher than that in the low-density group (P < 0.05), mesenchymal cell marker neuronal-cadherin and vimentin were upregulated in the high-density group and the low-density group when compared with the control group (P < 0.05), and there were no significant differences between high-density group and low-density group. Western blot results verified the changes of neuronal-cadherin and vimentin expression level. These results suggest that the high seeding density can inhibit transforming growth factor-β1-induced epithelial-mesenchymal transition of HaCaT cells.

Key words: tissue construction, tissue construction and bioactive factors, transforming growth factor-β1, HaCaT cells, bioactive factors, cell density, epithelial-mesenchymal transition, National 973 Project of China

中图分类号:

R318

张殿宝，王哲，施萍，庞希宁. 高密度接种对转化生长因子β1诱导上皮间充质转化的影响[J]. 中国组织工程研究, 2013, 17(28): 5191-5197.

Zhang Dian-bao, Wang Zhe, Shi Ping, Pang Xi-ning. High-density seeding affects transforming growth factor-beta1-induced epithelial-mesenchymal transition of HaCaT cells[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2013, 17(28): 5191-5197.

图/表（结果） 5

2.1 细胞形态 培养的HaCaT细胞为多角形，融合后呈典型的铺路石样排列，细胞间连接紧密。低密度组的HaCaT细胞处理前为次融合状态，见图1。在使用2 μg/L的转化生长因子β1处理48 h后，细胞形态由多角形变为长梭形，细胞间隙变大，细胞均匀分布于培养表面，见图2；而高密度组的细胞处理前为完全融合状态，见图3，处理后细胞界限模糊，但形态变化不明显，见图4。

2.2 上皮细胞和间充质细胞标记物转录水平的变化 各样本提取RNA的A₂₆₀/A₂₈₀比值在1.9-2.0范围内，浓度为300-500 mg/L；熔解曲线中，同一基因的峰在同一中轴上，无杂峰； Realtime PCR相对定量的结果显示，高密度组和低密度组HaCaT细胞经2 μg/L的转化生长因子β1处理48 h后，上皮细胞标志物上皮型钙黏蛋白和紧密连接蛋白1的转录水平下调(P < 0.05)，高密度组高于低密度组 (P < 0.05)，见图5；间充质细胞标志物神经型钙黏蛋白和波形蛋白的转录水平与对照组比较明显上调(P < 0.05)，而高密度组与低密度组比较，差异无显著性意义，见图6。

2.3 上皮细胞和间充质细胞标记物表达水平的变化Western blot结果经灰度分析后显示，高密度组和低密度组HaCaT细胞经2 µg/L的转化生长因子β1处理48 h后，上皮细胞标志物上皮型钙黏蛋白表达水平与对照组比较明显下调(P < 0.05)，低密度组下调较高密度组明显(P < 0.05)；间充质细胞标志物波形蛋白与对照组比较明显上调(P < 0.05)，高密度组与低密度组间比较，差异无显著性意义。见图7-9。

参考文献

[1]Coulombe PA. Wound epithelialization: accelerating the pace of discovery. J Invest Dermatol. 2003;121(2):219-230.

[2]田鸣,青春,牛轶雯,等. 糖尿病大鼠表皮角质形成细胞生物学变化的机制研究 [J]. 创伤外科杂志,2007,9(4):306-310.

[3]Siegel PM, Massagué J. Cytostatic and apoptotic actions of TGF-beta in homeostasis and cancer. Nat Rev Cancer. 2003; 3(11):807-821.

[4]Nakamura M, Tokura Y, Epithelial-mesenchymal transition in the skin. J Dermatol Sci.2011;61(1):7-13.

[5]Wang T, Zhang L, Shi C, et al. TGF-β-induced miR-21 negatively regulates the antiproliferative activity but has no effect on EMT of TGF-β in HaCaT cells. Int J Biochem Cell Biol. 2012;44(2):366-376.

[6]Scheel C, Eaton EN, Li SH, et al. Paracrine and autocrine signals induce and maintain mesenchymal and stem cell states in the breast. Cell. 2011;145(6):926-940.

[7]Räsänen K, Vaheri A. TGF-beta1 causes epithelial-mesenchymal transition in HaCaT derivatives, but induces expression of COX-2 and migration only in benign, not in malignant keratinocytes. J Dermatol Sci. 2010;58(2): 97-104.

[8]Lorincz MT. Optimized neuronal differentiation of murine embryonic stem cells: role of cell density. Methods Mol Biol. 2006;330:55-69.

[9]Lu H, Guo L, Wozniak MJ, et al. Effect of cell density on adipogenic differentiation of mesenchymal stem cells. Biochem Biophys Res Commun. 2009;381(3):322-327.

[10]Takagi M, Umetsu Y, Fujiwara M, et al. High inoculation cell density could accelerate the differentiation of human bone marrow mesenchymal stem cells to chondrocyte cells. J Biosci Bioeng. 2007;103(1):98-100.

[11]Hui TY, Cheung KM, Cheung WL, et al. In vitro chondrogenic differentiation of human mesenchymal stem cells in collagen microspheres: influence of cell seeding density and collagen concentration. Biomaterials. 2008;29(22):3201-3212.

[12]Nelson CM, Khauv D, Bissell MJ, et al. Change in cell shape is required for matrix metalloproteinase-induced epithelial-mesenchymal transition of mammary epithelial cells. J Cell Biochem. 2008;105(1):25-33.

[13]Terai K, Call MK, Liu H, et al. Crosstalk between TGF-beta and MAPK signaling during corneal wound healing. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2011;52(11):8208-8215.

[14]Terao M, Ishikawa A, Nakahara S, et al. Enhanced epithelial-mesenchymal transition-like phenotype in N-acetylglucosaminyltransferase V transgenic mouse skin promotes wound healing. J Biol Chem. 2011;286(32): 28303-28311.

[15]Chaffer CL, Thompson EW, Williams ED. Mesenchymal to epithelial transition in development and disease. Cells Tissues Organs. 2007;185(1-3):7-19.

[16]Massagué J, Seoane J, Wotton D. Smad transcription factors. Genes Dev. 2005;19(23):2783-2810.

[17]Lou C, Zhang F, Yang M, et al. SOX4 mediates TGF-β-induced expression of mesenchymal markers during mammary cell epithelial to mesenchymal transition. PLoS One. 2013;8(1):e53238.

[18]Moustakas A, Pardali K, Gaal A, et al. Mechanisms of TGF-beta signaling in regulation of cell growth and differentiation. Immunol Lett. 2002;82(1-2):85-91.

[19]Samarakoon R, Higgins PJ. Integration of non-SMAD and SMAD signaling in TGF-beta1-induced plasminogen activator inhibitor type-1 gene expression in vascular smooth muscle cells. Thromb Haemost. 2008;100(6):976-983.

[20]Thiery JP, Sleeman JP. Complex networks orchestrate epithelial-mesenchymal transitions. Nat Rev Mol Cell Biol. 2006;7(2):131-142.

[21]Venkov C, Plieth D, Ni T, et al. Transcriptional networks in epithelial-mesenchymal transition. PLoS One. 2011;6(9): e25354.

[22]Sleeman JP, Thiery JP. SnapShot: The epithelial-mesenchymal transition. Cell. 2011;145(1):162.e1.

[23]Yang X, Wang J, Guo SL, et al. miR-21 promotes keratinocyte migration and re-epithelialization during wound healing. Int J Biol Sci. 2011;7(5):685-690.

[24]Sarrió D, Rodriguez-Pinilla SM, Hardisson D, et al. Epithelial-mesenchymal transition in breast cancer relates to the basal-like phenotype. Cancer Res. 2008;68(4):989-997.

[25]Jenndahl LE, Isakson P, Baeckström D. c-erbB2-induced epithelial-mesenchymal transition in mammary epithelial cells is suppressed by cell-cell contact and initiated prior to E-cadherin downregulation Int J Oncol. 2005;27(2):439-448.

[26]Acloque H, Adams MS, Fishwick K, et al. Epithelial-mesenchymal transitions: the importance of changing cell state in development and disease. J Clin Invest. 2009;119(6):1438-1449.

[27]Cano A, Pérez-Moreno MA, Rodrigo I, et al. The transcription factor snail controls epithelial-mesenchymal transitions by repressing E-cadherin expression. Nat Cell Biol. 2000;2(2): 76-83.

[28]Bachelder RE, Yoon SO, Franci C, et al. Glycogen synthase kinase-3 is an endogenous inhibitor of Snail transcription: implications for the epithelial-mesenchymal transition. J Cell Biol. 2005;168(1):29-33.

[29]Papkoff J, Aikawa M. WNT-1 and HGF regulate GSK3 beta activity and beta-catenin signaling in mammary epithelial cells. Biochem Biophys Res Commun. 1998;247(3):851-858.

[30]Zhou BP, Deng J, Xia W, et al. Dual regulation of Snail by GSK-3beta-mediated phosphorylation in control of epithelial-mesenchymal transition. Nat Cell Biol. 2004;6(10): 931-940.

引言

材料方法

设计：分子水平、细胞水平体外观察。

时间及地点：于2011年3至8月在中国医科大学干细胞与再生医学研究室完成。

材料：永生化的人角质形成细胞HaCaT细胞系由中国医科大学附属第一医院何春涤教授惠赠。

高密度接种对转化生长因子β1诱导HaCaT细胞上皮间充质转化实验的主要试剂与仪器：

实验方法：

转化生长因子β1储液的配制：将重组人转化生长因子β1溶解于无菌的4 mmol/L HCl中，其中含有1 g/L BSA，储液浓度为20 mg/L，分装后冻存于-20 ℃备用。

细胞培养：将HaCaT细胞接种于含体积分数10%胎牛血清、100 U/mL青霉素和100 mg/L链霉素的DMEM高糖培养液中，在37 ℃、体积分数5% CO₂培养箱中培养。隔天换液，每7 d传代1次。转化生长因子β1诱导上皮间充质转化的模型中，取对数生长期的HaCaT细胞，分别以低密度10³/cm²和高密度10⁵/cm²接种于六孔板，培养24 h后换成无血清培养液饥饿24 h，随后向实验组细胞加入终浓度为2 µg/L的转化生长因子β1，继续培养48 h后进行后续观察和检测。

Realtime PCR：使用Trizol提取高低密度实验组和未进行诱导的对照组细胞总RNA，使用Nanodrop紫外分光光度计检测A₂₆₀/A₂₈₀比值并根据A₂₆₀计算RNA浓度。使用PrimeScript® RT reagent Kit with gDNA Eraser试剂盒去除基因组DNA并进行反转录，体系按照试剂盒说明书配制，其中每10 μL体系加入总RNA 450 ng，反转录反应条件如下：37 ℃，30 min；85 ℃，5 s。使用SYBR^® Premix Ex Taq试剂盒于ABI 7500荧光定量PCR仪进行定量PCR反应，检测上皮细胞标志物上皮型钙黏蛋白和紧密连接蛋白1、间充质细胞标记物神经型钙黏蛋白和波形蛋白的转录水平，反应体系为20 μL，其中反转录反应液2 μL、SYBR^® Premix Ex TaqⅡ 2 μL、上下游引物(10 μmol/L)各0.8 μL、ROX Reference Dye Ⅱ 0.4 μL和dH₂O 6 μL，反应条件为：预变性95 ℃，30 s；PCR反应95 ℃，5 s，60 ℃，34 s，循环40次；扩增完毕后，进行熔解曲线分析。每组设3个复孔。之后以GAPDH为内参，ΔΔCt法计算各基因相对表达量。引物由Takara合成，序列见表1。

Western blot：使用RIPA裂解液提取HaCaT细胞总蛋白，BCA法蛋白定量，各组取等量蛋白上样，使用8%聚丙烯酰胺凝胶电泳分离蛋白，将蛋白转至PVDF膜上，5%脱脂奶粉封闭1 h，根据目的蛋白分子量大小裁膜，分别用上皮型钙黏蛋白(1∶1 000)、波形蛋白 (1∶1 000)、GAPDH(1∶5 000)一抗4 ℃孵育过夜，TBST洗膜后再与对应的HRP标记的二抗室温孵育1 h，洗膜后后使用Fujifilm LAS 3000曝光系统检测ECL发光，使用Image J进行灰度分析，以GAPDH为内参，计算蛋白相对表达量。

主要观察指标：HaCaT细胞形态变化，以及上皮间充质转化过程中的标志性基因上皮型钙黏蛋白、神经型钙黏蛋白、波形蛋白、紧密连接蛋白1的转录水平和上皮型钙黏蛋白、波形蛋白的表达情况的变化。

统计学分析：使用SPSS 13.0统计软件，对数据进行分析。基因转录与表达的组间比较采用单因素方差分析，P < 0.05为差异有显著性意义。

讨论

在皮肤创伤愈合过程中，上皮间充质转化的发生使角质细胞迁移能力增强、细胞间黏附减少，促进损伤部位表皮细胞再生^[13]，是上皮损伤的修复、重建隔离功能过程中的关键步骤。上皮间充质转化的增强对于创伤修复具有促进作用^[14]。研究表明，上皮间充质转化的发生是细胞旁分泌、自分泌以及相关的微环境共同作用的结果，具体涉及的细胞因子和分子机制是一个复杂的调控网络^[6]。上皮间充质转化的发生需要特定的诱导信号，而转化生长因子β是上皮间充质转化最有效的诱导物之一。它通过与Ⅰ型和Ⅱ型转化生长因子β相关的丝/苏氨酸激酶受体(包括转化生长因子βRⅠ和转化生长因子βRⅡ)起作用。转化生长因子βRⅠ和转化生长因子βRⅡ与配体结合后形成异侧复合体，转化生长因子βRⅡ向转化生长因子 βRⅠ转磷酸化，磷酸化的转化生长因子βRⅠ能够使Smad蛋白磷酸化。磷酸化的Smad2/3与Smad4形成异二聚体转录复合物并进行核转运，与染色质结合调节靶基因转录，调节细胞增殖，细胞凋亡，细胞迁移，细胞分化，发生上皮间充质转化^[15-16]。同时，转化生长因子β信号通路也能通过Smad非依赖性分子机制激活，包括MAPK的激活，PI3K和整联蛋白结合激酶(ILK)通路等^[17-19]。值得注意的是，某一单独的细胞外信号在上皮间充质转化过程中的作用并不保守，而是依赖于组织微环境。大多数诱导上皮间充质转化的信号和信号通路通常具有几个共同终点，包括上皮型钙黏蛋白等关键基因表达的变化和细胞骨架、黏附结构的变化^{[6, 20-23]}。随着研究的不断深入，发现细胞密度也能够影响上皮间充质转化的发生发展^[24-25]，实验在建立转化生长因子β1诱导HaCaT细胞上皮间充质转化模型的基础上，分别在细胞形态、标志性基因的转录和翻译水平研究高接种密度对转化生长因子β1诱导HaCaT细胞上皮间充质转化的影响。结果显示，低密度接种的HaCaT细胞在 2 µg/L的转化生长因子β1处理48 h后，细胞形态由铺路石样向成纤维样转变，上皮细胞标志物上皮型钙黏蛋白和紧密连接蛋白1表达下调，间充质细胞典型标志物波形蛋白和神经型钙黏蛋白表达上调，符合上皮间充质转化过程的典型特征^[22]。而高密度接种的HaCaT细胞在转化生长因子β1处理后，细胞形态没有明显改变，上皮型钙黏蛋白和紧密连接蛋白1表达下调没有低密度组下调明显，波形蛋白和神经型钙黏蛋白表达的上调同低密度组无显著差异。该结果提示高密度生长细胞的细胞间连接紧密，细胞伸展和迁移空间有限，一定程度上阻碍了细胞的迁移和细胞间连接的破坏。高密度的HaCaT细胞在转化生长因子β1作用下能够发生不完全的上皮间充质转化，神经型钙黏蛋白和波形蛋白等间充质相关基因表达被激活，但上皮型钙黏蛋白和紧密连接蛋白1等上皮细胞间连接相关基因未能迅速下调，而是在细胞间连接破坏和细胞迁移之后下调的。也就是说，高细胞密度对转化生长因子β1诱导HaCaT细胞上皮间充质转化具有抑制作用。其中，上皮型钙黏蛋白作为一种钙依赖型跨膜糖蛋白，能够与β-连环蛋白等形成复合物发挥细胞连接和信号转导的作用。上皮型钙黏蛋白的下调、细胞间黏着减弱、上皮结构稳定性破坏是上皮间充质转化发生过程的关键步骤^[26]。上皮型钙黏蛋白基因的抑制主要由锌指转录因子SNAI1介导，该转录因子能够被大多数引发上皮间充质转化的信号通路激活^[27]。同时，SNAI1还能够上调某些间充质基因的表达。糖原合酶3β负向调节SNAI1的转录及其活性，也是上皮间充质转化过程的决定因子之一^[28]。GSK-3β的持续性激活能够使静止的上皮细胞避免上皮间充质转化的发生。不同的信号转导通路能够引发上皮间充质转化，最终都集中到GSK-3β的抑制，进而控制影响SNAI1的核转运，最终导致上皮型钙黏蛋白表达下调^[28-30]。这次实验中大量的细胞间连接抑制上皮间充质转化过程中上皮型钙黏蛋白和紧密连接蛋白1的下调，涉及的具体调控机制仍需深入研究。

高密度接种对转化生长因子β1诱导上皮间充质转化的影响

High-density seeding affects transforming growth factor-beta1-induced epithelial-mesenchymal transition of HaCaT cells

PDF

可视化

摘要/Abstract

引用本文

使用本文

图/表（结果） 5

参考文献

相关文章 15

引言

材料方法

讨论

文章快阅

延伸阅读

编辑推荐

Metrics

本文评价

[1]	许国峰, 李学斌, 唐一钒, 赵寅, 周盛源, 陈雄生, 贾连顺. 人黄韧带细胞骨化发生过程中的自噬[J]. 中国组织工程研究, 2020, 24(8): 1174-1181.
[2]	周玉, 龙小安, 李宁, 王纯. 有限元法分析髌腱炎状态时的生物力学变化[J]. 中国组织工程研究, 2020, 24(8): 1280-1286.
[3]	许少策, 王诗尧, 周建伟, 潘奕欣, 汪玉良. 骨细胞形成过程中成纤维细胞生长因子受体3的调节作用及机制 [J]. 中国组织工程研究, 2020, 24(7): 1083-1088.
[4]	宋旭东, 何云武, 李勇霖, 陈静, 胡君兰. 超声引导下椎旁神经阻滞治疗带状疱疹相关疼痛的Meta分析[J]. 中国组织工程研究, 2020, 24(11): 1797-1804.
[5]	庞巨涛，张新虎，孙建华，周连军，刘斌，李凤国，李文哲. 经皮球囊扩张椎体后凸成形后椎体再骨折的危险：回顾性多因素分析[J]. 中国组织工程研究, 2019, 23(8): 1182-1187.
[6]	曹曦，崔伟，陈跃平，冯洋，路通. 尼尔样1型生长因子促进修复骨再生和治疗骨质疏松的应用潜力[J]. 中国组织工程研究, 2019, 23(8): 1235-1240.
[7]	高坤，朱文秀，李亨，刘伟东，李全，余伟吉，王立新，曹亚飞 . 去卵巢大鼠血清来源外泌体促进原代成骨细胞的增殖[J]. 中国组织工程研究, 2019, 23(7): 958-989.
[8]	宋超，田鑫，刘琳，徐雅雯，孟圆，李晓丽，彭萌，李华东，王志涛，戈莎. 骨密度测试联合老年人运动功能量表-25评估筛查老年人基础运动障碍及跌倒风险：天津市6个社区1 458例调查[J]. 中国组织工程研究, 2019, 23(7): 990-995.
[9]	艾力麦尔旦•艾尼瓦尔，李鹏，刁兆峰，木合塔尔•霍加. 幼兔颅盖骨成骨细胞的分离培养及鉴定[J]. 中国组织工程研究, 2019, 23(7): 996-1000.
[10]	武敏1，李雪1，高洁1，杨帅1，蔡毅志2，王明国1 . 下颌持续前导对成年及幼年期大鼠髁突软骨血管内皮生长因子表达和Micro-CT下髁突骨质变化的差异[J]. 中国组织工程研究, 2019, 23(7): 1001-1006.
[11]	王灿莉，焦志立，孙勇，孙嵩. 两种富血小板纤维蛋白对人牙龈成纤维细胞增殖活性影响的比较[J]. 中国组织工程研究, 2019, 23(7): 1007-1012.
[12]	周艳星，彭新生，侯敢，李江滨，张华，周志昆，周艳芳. 辣椒素抑制成纤维细胞增殖的作用及其分子机制[J]. 中国组织工程研究, 2019, 23(7): 1018-1022.
[13]	赵彩萍，朱美玲，王婷婷，柳雪蕾，刘翠玲. 化学神经根炎症模型大鼠的制备及评价[J]. 中国组织工程研究, 2019, 23(7): 1030-1034.
[14]	韩杰，陈跃平，莫坚，王大伟，苏波，李书振，夏天，王世鑫 . 三七总皂苷干预激素性股骨头缺血坏死模型兔的超微结构评价[J]. 中国组织工程研究, 2019, 23(7): 1035-1039.
[15]	黄红，黄佳纯，黄宏兴，王吉利，刘少津，汪悦东 . 过表达雌激素相关受体α干预沉默Bak1、Bcl2重组腺病毒载体转染MG63细胞的增殖与分化[J]. 中国组织工程研究, 2019, 23(7): 1041-1045.